Transportery leków: ostatnie postępy dotyczące inhibitorów BCRP i kinazy tyrozynowej

opisano, że kilka tki jest w stanie wchodzić w interakcje z członkami rodziny transporterów ABC, takimi jak BCRP, P-gp i MRP1 (Hegedus i wsp., 2002; Shukla i wsp., 2007). Większość badań koncentrowała się na interakcji między tki i BCRP, podczas gdy dostępne są ograniczone informacje dotyczące interakcji MRP1 lub innych MRP i tych leków. Ponieważ jednak opublikowano kilka kontrowersyjnych ustaleń dotyczących tego tematu, postanowiliśmy przeanalizować i omówić niektóre Najnowsze dane oraz wyjaśnić potencjalne interakcje między BCRP a tki.

Kanertynib

Kanertynib (CI-1033) jest lekiem z rodziny TKI, który wykazuje interakcję z BCRP. Erlichman i wsp. (2001) wykazali, że komórki MDA-MB-231 transfekowane BCRP miały 4,9-krotnie mniejszą kumulację kanertynibu niż komórki transfekowane pustym wektorem, co sugeruje, że kanertynib jest substratem dla BCRP. Zarówno w komórkach transfekowanych BCRP, jak i niezelekcjonowanym raku jelita grubego hct8 i glejaku t98g z endogenną ekspresją BCRP, komórki kanertynibu uczulone na SN-38 i topotekan. Konsekwentnie kanertynib zwiększał komórkową akumulację tych leków (Erlichman i wsp., 2001).

imatynib

mesylan imatynibu jest TKI receptora BCR-ABL, receptora czynnika wzrostu pochodzenia płytkowego i czynnika komórek macierzystych/c-kit. Opublikowano sprzeczne wyniki dotyczące zdolności BCRP do transportu tego związku. W jednym z badań nadekspresja BCRP w komórkach Saos2 nie nadawała oporności na imatynib, a nagromadzenie i wypływ tego leku nie miały wpływu na ekspresję BCRP i uszczuplenie ATP (Houghton i wsp., 2004), co sugeruje, że imatynib nie jest substratem BCRP. Imatynib może raczej służyć jako silny inhibitor BCRP, umożliwiając tym samym odwrócenie oporności mediowanej przez BCRP na topotekan i SN-38 (Houghton i wsp., 2004). Podobnie, nagromadzenie mitoxantronu w pierwotnej przewlekłej białaczce szpikowej (CML) komórek CD34+ wykazujących nadekspresję BCRP było znacząco zwiększone o 5 µm imatynibu, potwierdzając aktywność tego TKI jako inhibitora BCRP (Jordanides i wsp., 2006). Ci sami autorzy postulowali, że imatynib nie jest substratem BCRP, ponieważ hamowanie BCRP w komórkach CML CD34+ nie nasilało działania imatynibu ani nie wpływało na gromadzenie się imatynibu w tych komórkach. Natomiast Burger i wsp. (2004) wykazali, że komórki MCF7/MR i MCF7/AdVp3000, z nadekspresją BCRP, miały znacznie mniejszą wewnątrzkomórkową kumulację imatynibu w porównaniu z rodzicielską linią komórkową MCF7. Również komórki hek293 transfekowane wariantami BCRP, zarówno dzikiego typu (Arg w pozycji 482, HEK293/R), jak i mutantów (Gly lub Thr w pozycji 482, HEK293/G i HEK293 / T), wykazały znacznie zmniejszoną kumulację imatynibu, która może być prawie całkowicie odwrócona przez specyficzny inhibitor BCRP Ko143 (Burger i wsp., 2004). Również specyficzny inhibitor BCRP fumitremorgina C (FTC) może odwrócić dwu – lub trzykrotną oporność na imatynib komórek wyrażających BCR-ABL transdukowanych i wybranych do nadekspresji BCRP (K562/BCRP-MX10) (Nakanishi i wsp., 2006). Ponadto Brendel i wsp. (2007) postulowali, że imatynib jest substratem BCRP na podstawie obserwacji, że (a) komórki k562 z transdukcją BCRP były dwa do trzech razy oporne na apoptozę indukowaną imatynibem i że hamowanie BCRP z FTC całkowicie zniweczyło oporny fenotyp, (b) imatynib bezpośrednio oddziałuje z BCRP w miejscu wiązania substratu i stymuluje aktywność ATPazy BCRP, i wreszcie (C) komórki z transdukcją BCRP wykazywały znacznie mniejszą kumulację imatynibu. Chociaż badanie to dostarcza mocnych dowodów na obecność imatynibu jako substratu BCRP, może również wskazywać na fakt, że transport imatynibu przez BCRP zależy od stężenia, ponieważ transport imatynibu był ułatwiony tylko przy niskich stężeniach (<1 µm). Potwierdzające eksperymentalne dowody na to pojęcie zostały przedstawione przez Shukla i wsp. (2007), którzy zgłosili wąski zakres stężeń, w którym BCRP może transportować tki, a w szczególności imatynib. Tak więc, chociaż kontrowersje mogą się utrzymywać, czy imatynib jest substratem BCRP, hipoteza ta może pomóc w wyjaśnieniu sprzecznych wyników, ponieważ różne stężenia leku były stosowane w różnych doniesieniach literaturowych.

wydaje się, że istnieją inne interakcje, poza tym, że jest możliwym substratem lub inhibitorem, ponieważ sam imatynib może osłabić swoją oporność poprzez hamowanie ekspresji BCRP (Nakanishi i wsp., 2006). Co ciekawe, imatynib zmniejszał ekspresję BCRP tylko w komórkach k562 / BCRP-MX10 wykazujących ekspresję BCR-ABL, ale nie w komórkach pozbawionych ekspresji BCR-ABL. Mechanizm leżący u podstaw tych różnicowych odpowiedzi wiązał się z następczymi skutkami hamowania przez imatynib BCR-ABL, co prowadziło do zmniejszonej fosforylacji Akt, a następnie do zmniejszonej ekspresji BCRP (Nakanishi i wsp., 2006). Badanie to wykazało, że aktywny szlak PI3K–Akt jest przynajmniej częściowo odpowiedzialny za utrzymanie ekspresji BCRP (ryc. 1). Dodatkowo szlak sygnałowy PI3K-Akt może regulować lokalizację komórkową tego transportera. W tym kontekście Mogi i wsp. (2003) wykazali, że hamowanie Akt przez LY294002 wywołało translokację Bcrp1 z błony osocza do cytoplazmatycznego przedziału komórek populacji bocznej (SP).

Rysunek 1
rysunek 1

interakcja między tki i BCRP. Aktywny szlak PI3K-Akt jest najwyraźniej ważny dla ekspresji BCRP i lokalizacji w błonie plazmatycznej. A) Stymulacja tego szlaku np. EGF będzie fosforylować Akt, prowadząc do lokalizacji BCRP do błony plazmatycznej. B) i) BCRP może aktywnie usuwać tki, wywołując w ten sposób oporność na te leki. Jednakże oporność TKIs zależna od BCRP może zostać zniesiona przez hamowanie przez TKIs szlaku PI3K–Akt, co może prowadzić do (II) relokalizacji BCRP do przedziału wewnątrzkomórkowego i (lub) (III) zmniejszonej ekspresji BCRP.

ostatnie badania sugerują, że BCRP, wraz z P-gp, może ograniczać penetrację mózgu imatynibu, wzmacniając ideę, że ten TKI jest substratem BCRP. Breedveld i wsp. (2005) wykazali, że myszy z nokautem Bcrp1 wykazywały znaczny wzrost penetracji mózgu imatynibu i zmniejszenie klirensu imatynibu w porównaniu z myszami typu dzikiego. Ponadto wykazano, że jednoczesne podawanie inhibitorów BCRP I P-gp poprawiło penetrację leku w mózgu u myszy typu dzikiego. Podobnie Bihorel i wsp. (2007) wykazali, że blokada zarówno P-gp, jak i Bcrp1 znacząco zwiększyła penetrację mózgu imatynibu i jego metabolitów. Należy jednak zauważyć, że stężenie we krwi i penetracja mózgu imatynibu były niezmienione u myszy z nokautem Bcrp1 i myszy typu dzikiego. Autorzy postulowali, że funkcjonalna aktywność P-gp w barierze krew–mózg myszy nokautujących Bcrp1 może być dominująco odpowiedzialna za utrzymanie podobnego wychwytu imatynibu w mózgu w porównaniu z dzikimi zwierzętami.

nilotynib

nilotynib jest nowym TKI BCR-ABL, silniejszym i bardziej selektywnym niż imatynib. Brendel i wsp. (2007) wykazali, że komórki K562 wykazujące nadekspresję BCRP były 2-3-krotnie oporne na nilotynib; jednak obserwowano to tylko przy bardzo niskich stężeniach (10 i 25 nM), co sugeruje, że oporność na nilotynib może nie wystąpić przy klinicznie istotnych stężeniach. Niezależnie od tych faktów, pogląd, że nilotynib jest substratem dla BCRP, został poparty obserwacjami, że oddziaływał on z miejscem wiązania substratu BCRP, stymulował aktywność ATPazy tego transportera, a jego akumulacja była znacznie tłumiona w komórkach transdukowanych BCRP. Co więcej, nilotynib okazał się silniejszym inhibitorem BCRP niż imatynib.

gefitynib

sprzeczne dane zostały opublikowane również dla receptora naskórkowego czynnika wzrostu (EGFR) tki gefitynib, ponieważ niektórzy autorzy opisują go jako substrat BCRP, podczas gdy inni klasyfikują go jako inhibitor, a nie substrat (Elkind i wsp., 2005; Nakamura i wsp., 2005). Najprawdopodobniej pozorna rozbieżność tych wyników wynika z wybranych stężeń gefitynibu stosowanego w różnych badaniach. Elkind i wsp. (2005) wykazali, że niskie stężenia gefitynibu (<1 μ m) istotnie aktywowały aktywność BCRP-ATPazy w izolowanych błonach komórek ssaczych MCF-7/MX wyrażających BCRP i a431, podczas gdy wyższe stężenia (>1 μ m) miały znacznie mniejszy efekt stymulujący. W związku z tym może to wyjaśniać brak transportu gefitynibu do pęcherzyków komórek PC-6 / SN2-5h, ponieważ w tym badaniu zastosowano stężenie gefitynibu wynoszące 30 µm (Nakamura i wsp., 2005). Wyniki te sugerują, że, jak omówiono powyżej w przypadku imatynibu, gefitynib może również mieć wąskie okienko, zwłaszcza w niskim zakresie stężeń, gdzie jego aktywny transport przez BCRP jest skuteczny. Zgodnie z tym, że gefitynib jest substratem BCRP, komórki a431 z transdukcją BCRP były oporne na gefitynib w porównaniu z linią komórkową rodziców (Yanase i wsp., 2004; Elkind i wsp., 2005), a oporny fenotyp został odwrócony przez specyficzny inhibitor BCRP Ko143 (Elkind i wsp., 2005). Należy zauważyć, że zgodnie z amplifikacją EGFR i zależnością od sygnalizacji EGFR dla przeżycia, komórki A431 są bardzo wrażliwe na gefitynib, z wartościami IC50 w zakresie nanomolarnym. Natomiast komórki k562 i P388 transdukowane BCRP nie wykazywały oporności na gefitynib (Yanase i wsp., 2004). W rzeczywistości komórki k562 i p388 typu dzikiego są stosunkowo oporne na gefitynib o wartościach IC50 w zakresie 1-10 µm, co jest zgodne z ich brakiem właściwej ekspresji EGFR. Zgodnie z tym, niedawno odkryliśmy, że ludzkie komórki raka jelita grubego Caco-2 wyrażające EGFR wykazują wartości IC50 gefitynibu w zakresie 300-600 nM; w tych komórkach nadekspresja BCRP indukowała oporność na gefitynib (Lemos i wsp., 2006a). Natomiast MCF-7 / MR, z bardzo małą ekspresją EGFR, wykazywał wartości IC50 dla gefitynibu w zakresie 5-10 µm, a w tych komórkach nadekspresja BCRP nie była wyznacznikiem oporności na gefitynib (dane nie zostały przedstawione). W związku z tym postawiono hipotezę, że BCRP jest jednym z czynników determinujących oporność na gefitynib w komórkach wykazujących ekspresję EGFR i wzrost zależny od EGFR (Yanase i wsp., 2004). W rzeczywistości elkind i wsp. (2005) wykazali, że ekspresja BCRP chroni komórki przed pośredniczonym przez gefitynib hamowaniem fosforylacji EGFR i późniejszej apoptozy. Sugeruje to, że BCRP zapobiega działaniu gefitynibu poprzez odprowadzanie tego związku z komórki, zanim będzie mógł wchodzić w interakcje z EGFR związanym z błoną osocza. Podobnie jak kanertynib i imatynib, gefitynib jest również inhibitorem BCRP i odwraca oporność na leki za pośrednictwem BCRP zarówno in vitro, jak i In vivo (Yanase i wsp., 2004; Nakamura i wsp., 2005).

erlotynib

erlotynib jest kolejnym TKI EGFR, którego interakcje z BCRP badano w mniejszym stopniu. Niemniej jednak wstępne badania sugerują, że erlotynib jest również substratem BCRP (van Tellingen i wsp., 2007). Ponieważ zarówno gefitynib, jak i erlotynib mogą wpływać na fosforylację Akt po EGFR, mechanizm ten może również być zaangażowany.

Dodaj komentarz

Twój adres e-mail nie zostanie opublikowany.