trasportatori di Droga: i recenti progressi riguardanti BCRP e inibitori della chinasi della tirosina

e ‘ stato descritto che diversi TKIs sono in grado di interagire con i membri della famiglia ABC dei trasportatori come BCRP, P-gp e MRP1 (Hegedus et al, 2002; Shukla et al, 2007). La maggior parte degli studi si è concentrata sull’interazione tra TKI e BCRP, mentre sono disponibili scarse informazioni sull’interazione tra MRP1 o altri MRP e questi farmaci. Tuttavia, poiché sono stati pubblicati diversi risultati controversi su questo argomento, abbiamo deciso di analizzare e discutere alcuni dati recenti e di chiarire ulteriormente le potenziali interazioni tra BCRP e TKI.

Canertinib

Canertinib (CI-1033) è un TKI della sua famiglia che ha dimostrato di interagire con BCRP. Erlichman et al (2001) hanno dimostrato che le cellule MDA-MB-231 trasfettate con BCRP avevano un accumulo di canertinib 4,9 volte inferiore rispetto alle cellule trasfettate con vettore vuoto, suggerendo che canertinib è un substrato per BCRP. Sia nelle cellule trasfettate con BCRP che nelle cellule non selezionate di carcinoma colorettale HCT8 e glioblastoma T98G con espressione endogena di BCRP, canertinib ha sensibilizzato le cellule a SN-38 e topotecan. Coerentemente, canertinib ha aumentato l’accumulo cellulare di questi farmaci (Erlichman et al, 2001).

Imatinib

Imatinib mesilato è un TKI di BCR-ABL, recettore del fattore di crescita derivato dalle piastrine e fattore / c-kit delle cellule staminali. Sono stati pubblicati risultati contrastanti sulla capacità di BCRP di trasportare questo composto. In uno studio, la sovraespressione di BCRP nelle cellule Saos2 non ha conferito resistenza a imatinib e l’accumulo e l’efflusso di questo farmaco non sono stati influenzati dall’espressione di BCRP e dalla deplezione di ATP (Houghton et al, 2004), suggerendo che imatinib non è un substrato di BCRP. Piuttosto, imatinib può servire come un potente inibitore della BCRP consentendo così l’inversione della resistenza mediata da BCRP a topotecan e SN-38 (Houghton et al, 2004). Allo stesso modo, l’accumulo di mitoxantrone nelle cellule primarie di leucemia mieloide cronica (LMC) CD34+ che sovraesprimevano BCRP è stato significativamente aumentato di 5 μ M di imatinib, confermando l’attività di questo TKI come inibitore della BCRP (Jordanides et al, 2006). Gli stessi autori hanno postulato che imatinib non è un substrato di BCRP, poiché l’inibizione di BCRP nelle cellule LMC CD34+ non ha potenziato l’effetto di imatinib né influenzato l’accumulo di imatinib in queste cellule. Al contrario, Burger et al (2004) hanno mostrato che le cellule MCF7/MR e MCF7/AdVp3000, con sovraespressione di BCRP, avevano un accumulo intracellulare di imatinib significativamente inferiore rispetto alla linea cellulare MCF7 parentale. Anche le cellule HEK293 trasfettate con varianti di BCRP, sia wild-type (Arg in posizione 482, HEK293/R) che mutanti (Gly o Thr in posizione 482, HEK293/G e HEK293/T), hanno mostrato un accumulo di imatinib marcatamente diminuito, che potrebbe essere quasi completamente invertito dall’inibitore specifico di BCRP Ko143 (Burger et al, 2004). Anche l’inibitore specifico di BCRP fumitremorgin C (FTC) potrebbe invertire la resistenza da due a tre volte all’imatinib delle cellule che esprimono BCR – ABL trasdotte e selezionate per sovraesprimere BCRP (K562/BCRP-MX10) (Nakanishi et al, 2006). Inoltre, Brendel et al (2007) ha ipotizzato che l’imatinib è un substrato BCRP basa sull’osservazione che (a) BCRP-transduced cellule K562 sono stati due-tre volte resistenti a imatinib-induced apoptosis e che l’inibizione di BCRP con FTC completamente abrogato il fenotipo resistente, (b) imatinib interagisce direttamente con BCRP presso il sito di legame del substrato e stimola BCRP attività Atpasi, e, infine, (c) BCRP-cellule trasdotte visualizzato significativamente meno imatinib accumulo. Sebbene questo studio fornisca una forte evidenza per imatinib come substrato di BCRP, può anche indicare il fatto che il trasporto di imatinib da parte di BCRP dipende dalla concentrazione poiché il trasporto di imatinib è stato facilitato solo a basse concentrazioni (<1 μ M). Prove sperimentali confermative per questa nozione sono state presentate da Shukla et al (2007), che hanno riportato un intervallo di concentrazione ristretto all’interno del quale BCRP può trasportare TKI e, in particolare, imatinib. Pertanto, sebbene la controversia possa persistere se imatinib sia o meno un substrato BCRP, questa ipotesi potrebbe aiutare a spiegare i risultati contraddittori, poiché diverse concentrazioni del farmaco sono state utilizzate in vari rapporti di letteratura.

Altre interazioni oltre ad essere un possibile substrato o inibitore sembrano esistere, poiché imatinib stesso potrebbe attenuare la sua resistenza sopprimendo l’espressione BCRP (Nakanishi et al, 2006). È interessante notare che, tuttavia, imatinib ha diminuito l’espressione di BCRP solo nelle cellule K562/BCRP-MX10 che esprimono BCR-ABL, ma non nelle cellule prive di espressione BCR-ABL. Il meccanismo alla base di queste risposte differenziali ha coinvolto effetti a valle dell’inibizione di imatinib di BCR-ABL, portando alla diminuzione della fosforilazione di Akt, portando successivamente a una ridotta espressione di BCRP (Nakanishi et al, 2006). Questo studio ha dimostrato che un percorso PI3K–Akt attivo è responsabile, almeno in parte, del mantenimento dell’espressione BCRP (Figura 1). Inoltre, la via di segnalazione PI3K–Akt può regolare la localizzazione cellulare di questo trasportatore. In questo contesto, Mogi et al (2003) hanno dimostrato che l’inibizione dell’Akt da parte di LY294002 ha provocato la traslocazione di Bcrp1 dalla membrana plasmatica al compartimento citoplasmatico delle cellule della popolazione laterale (SP).

Figura 1
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Interazione tra TKI e BCRP. Una via attiva PI3K–Akt è apparentemente importante per l’espressione e la localizzazione del BCRP nella membrana plasmatica. (A) La stimolazione di questa via con EGF, ad esempio, fosforilerà l’Akt, portando alla localizzazione del BCRP nella membrana plasmatica. (B) (I) BCRP può efflux attivamente TKI, inducendo così resistenza a questi farmaci. Tuttavia, la resistenza TKIs mediata da BCRP potrebbe essere abrogata dall’inibizione TKIs della via PI3K–Akt, che può portare a (II) delocalizzazione BCRP nel compartimento intracellulare e/o (III) diminuzione dell’espressione BCRP.

Studi recenti hanno suggerito che BCRP, insieme a P-gp, potrebbe limitare la penetrazione cerebrale di imatinib, rafforzando l’idea che questo TKI sia un substrato BCRP. Breedveld et al (2005) hanno dimostrato che i topi knockout Bcrp1 mostravano un aumento significativo della penetrazione cerebrale di imatinib e una diminuzione della clearance di imatinib rispetto ai topi wild-type. Inoltre, hanno dimostrato che la co-somministrazione di inibitori BCRP e P-gp ha migliorato la penetrazione cerebrale del farmaco nei topi wild-type. Allo stesso modo, Bihorel et al (2007) hanno dimostrato che il blocco di P-gp e Bcrp1 ha aumentato significativamente la penetrazione cerebrale di imatinib e dei suoi metaboliti. Da notare, tuttavia, la concentrazione ematica e la penetrazione cerebrale di imatinib sono rimaste inalterate nei topi Bcrp1 knockout e wild-type. Gli autori hanno postulato che un’attività funzionale della P-gp nella barriera emato-encefalica dei topi knockout Bcrp1 potrebbe essere prevalentemente responsabile del mantenimento di un simile assorbimento cerebrale di imatinib rispetto agli animali di tipo selvaggio.

Nilotinib

Nilotinib è un nuovo BCR-ABL TKI, più potente e selettivo di imatinib. Brendel et al (2007) hanno mostrato che le cellule K562 sovraesprimenti da BCRP erano resistenti da due a tre volte a nilotinib; tuttavia, ciò è stato osservato solo a concentrazioni molto basse (10 e 25 nM), suggerendo che la resistenza a nilotinib potrebbe non verificarsi a concentrazioni clinicamente rilevanti. Nonostante questi fatti, l’idea che nilotinib sia un substrato per BCRP è stata supportata dalle osservazioni che interagiva con il sito di legame del substrato BCRP, stimolava l’attività ATPasi di questo trasportatore e il suo accumulo era significativamente soppresso nelle cellule trasdotte da BCRP. Di ulteriore interesse, nilotinib è sembrato essere un inibitore più potente di BCRP che imatinib.

Gefitinib

Dati contraddittori sono stati pubblicati anche per il recettore del fattore di crescita epidermico (EGFR) TKI gefitinib, poiché alcuni autori lo descrivono come substrato del BCRP, mentre altri lo classificano come inibitore e non substrato (Elkind et al, 2005; Nakamura et al, 2005). Molto probabilmente, l’apparente discrepanza in questi risultati è dovuta alle concentrazioni selezionate di gefitinib utilizzate nei diversi studi. Elkind et al (2005) hanno mostrato che basse concentrazioni di gefitinib (<1 μ M) attivavano significativamente l’attività della BCRP-ATPasi in membrane isolate di cellule MCF-7/MX e A431 di mammifero che esprimevano BCRP, mentre concentrazioni più elevate (>1 μ M) avevano un effetto stimolante marcatamente inferiore. Di conseguenza, ciò potrebbe spiegare la mancanza di trasporto di gefitinib in vescicole di cellule PC-6/SN2-5H, poiché in questo studio è stata utilizzata una concentrazione di gefitinib di 30 μ M (Nakamura et al, 2005). Questi risultati suggeriscono che, come discusso sopra per imatinib, gefitinib potrebbe anche avere una finestra stretta, specialmente in un intervallo di concentrazione bassa, dove il suo trasporto attivo da parte di BCRP è efficiente. Coerentemente con il fatto che gefitinib è un substrato di BCRP, le cellule A431 trasdotte da BCRP erano resistenti a gefitinib rispetto alla linea cellulare parentale (Yanase et al, 2004; Elkind et al, 2005) e il fenotipo resistente è stato invertito dall’inibitore specifico di BCRP Ko143 (Elkind et al, 2005). Da notare, coerentemente con l’amplificazione EGFR e la dipendenza dalla segnalazione EGFR per la sopravvivenza, le cellule A431 sono altamente sensibili a gefitinib, con valori IC50 nell’intervallo nanomolare. Al contrario, le cellule K562 e P388 trasdotte con BCRP non hanno mostrato resistenza a gefitinib (Yanase et al, 2004). Infatti, le celle wild-type K562 e P388 sono relativamente resistenti a gefitinib con valori IC50 nell’intervallo 1-10 μ M compatibili con la loro mancanza di espressione EGFR intrinseca. Coerentemente con questo, abbiamo recentemente scoperto che le cellule umane di carcinoma del colon Caco-2 che esprimono EGFR mostrano valori gefitinib IC50 nell’intervallo 300-600 nM; in queste cellule, la resistenza al gefitinib indotta dalla sovraespressione BCRP (Lemos et al, 2006a). Al contrario, MCF-7 / MR, con espressione di EGFR molto bassa, ha mostrato valori IC50 per gefitinib nell’intervallo 5-10 μ M e in queste cellule la sovraespressione di BCRP non era un determinante della resistenza di gefitinib (dati non mostrati). Pertanto, è stato ipotizzato che BCRP sia uno dei determinanti della resistenza al gefitinib nelle cellule che esprimono EGFR e mostrano una crescita EGFR-dipendente (Yanase et al, 2004). Infatti, Elkind et al (2005) hanno dimostrato che l’espressione di BCRP protegge le cellule dall’inibizione mediata da gefitinib della fosforilazione di EGFR e dalla successiva apoptosi. Ciò suggerisce che BCRP impedisce l’azione di gefitinib efflussando questo composto dalla cellula prima che possa interagire con EGFR associato alla membrana plasmatica. Simile a canertinib e imatinib, gefitinib è anche un inibitore del BCRP e inverte la resistenza ai farmaci mediata dal BCRP sia in vitro che in vivo (Yanase et al, 2004; Nakamura et al, 2005).

Erlotinib

Erlotinib è un altro EGFR TKI la cui interazione con BCRP è stata studiata in misura minore. Tuttavia, uno studio preliminare suggerisce che erlotinib è anche un substrato di BCRP (van Tellingen et al, 2007). Poiché sia gefitinib che erlotinib possono influenzare la fosforilazione di Akt, a valle di EGFR, questo meccanismo può anche essere coinvolto.

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